Протокол среднесрочного сохранения in vitro Humulus lupulus с использованием технологии инкапсуляции

УДК 582.635.38:581.143.6+57.085.2

Ключевые слова: абсцизовая кислота, генофонд, искусственные семена, микропобеги, среднесрочное депонирование, хмель, эксплант, in vitro

Аннотация

Растущий спрос на хмель с новыми органолептическими характеристиками и улучшенными агрономическими показателями даёт мощный импульс для селекции новых сортов, что определяет необходимость создания и поддержания генетических банков культуры. Полевые генные банки подвергаются большому риску из-за угрозы биотических и абиотических стрессов. Решение проблемы сохранности ценной зародышевой плазмы возможно путём дублирования генофонда в in vitro коллекциях, одной из задач управления которыми является поиск способов замедления роста культур. Разработан протокол среднесрочного хранения Humulus lupulus, включающий все этапы технологии инкапсуляции пропагул: от подготовки исходных эксплантов и их хранения до последующего восстановления регенерационной способности после депонирования. Протокол успешно апробирован на четырёх генотипах сортового хмеля. Подобраны условия инкапсуляции микрочеренков, обеспечивающие их жизнеспособность не ниже 80 % после in vitro консервации при температуре 4 °С. Обработка материала 3 % альгинатом натрия на этапе инкапсуляции в сочетании с 3 % хлоридом кальция на этапе полимеризации обеспечила высокую сохранность биокапсул. Оптимальное время экспозиции в полимеризующем растворе не превышало 10–15 минут. Впервые показано, что 1 мг/л абсцизовой кислоты в составе искусственного эндосперма (ИЭ) биокапсул снижает влияние холодового стресса в процессе среднесрочного низкотемпературного хранения материала. Обогащение питательной среды Мурасиге-Скуга, составляющей основу ИЭ, 2 мг/л БАП и 1 мг/л ГК3 позволяет эксплантам формировать до 3–4 междоузлий при культивировании непосредственно после депонирования. Последующее субкультивирование микрочеренков хмеля на питательной среде МС, содержащей 0,5 мг/ л кинетина, способствует восстановлению фотосинтетической деятельности регенерантов. Такой подход обеспечивает высокий регенерационный и корнеобразующий потенциал формирующихся побегов в течение 4 последовательных поколений клонирования. Коэффициент размножения достигает 8–9 микрочеренков / эксплант.

Скачивания

Данные скачивания пока недоступны.

Литература

Alzubi H., Yepes L. M., Fuchs M. 2019. In vitro storage of micropropagated grapevine rootstocks at low temperature. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 55: 334–341. https://doi.org/10.1007/s11627-019-09980-8
Асанакунов Б. А. Получение искусственных семян растений рода Scutellaria методом инкапсулирования // Вестник КазНУ. Серия биологическая, 2011. Т. 47, № 1. С. 15–17.
Bairu M. W., Aremu A. O., van Staden J. 2011. Somaclonal variation in plants: causes and detection methods. Plant growth regulation 63(2): 147–173. https://doi.org/10.1007/s10725-010-9554-x
Bamberg J., Martin M., Abad J. 2016. In vitro technology at the US potato Genebank. In Vitro Cell. Dev. Biol. – Plant 52(3): 213–225. https://doi.org/10.1007/s11627-016-9753-x
Данилова Ю. С. Каштанова О. А., Трейвас Л. Ю. Основные вредные организмы на хмеле обыкновенном в Чувашии // Защита и карантин растений, 2013. № 9. С. 46–48.
Davis T. J., Gomez M. I. 2021. The economic impact of hop stunt viroid and certified clean planting materials. Hortscience 56(12): 1471–1475. https://doi.org/10.21273/HORTSCI15975-21
Дунаева С. Е., Антонова О. Ю., Пендинен Г. И., Швачко Н. А., Гавриленко Т. А. Сохранение генетического разнообразия вегетативно размножаемых культур растений в контролируемых условиях среды в ВИРе // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции, 2012. Т. 169. С. 245–256.
Дунаева С. Е., Красовская Л. С., Гавриленко Т. А. Cохранение генетических ресурсов рода Rubus (Rosaceae) ex situ (обзор) // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции, 2022. Т. 183, № 1. С. 236–253. https://doi.org/10.30901/2227-8834-2022-1-236-253
Faltus M., Zamecnik J., Svoboda P., Patzak J., Nesvadba V. 2011. Progress in the Czech hop germplasm cryoconservation. Acta Hortic. 908: 453–460. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2011.908.58
Gargani E., Ferretti L., Faggioli F. 2017. A survey on pests and diseases of Italian hop crops. Italus Hortus 24, 2: 1–17. https://doi.org/10.26353/j.itahort/2017.2.117
Гавриленко Т. А., Дунаева С. Е., Трускинов Э. В., Антонова О. Ю., Пендинен Г. И., Лупышева Ю. В., Роговая В. В., Швачко Н. А. Стратегия долгосрочного сохранения генофонда вегетативно размножаемых сельскохозяйственных растений в контролируемых условиях среды // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции, 2007. Т. 164. С. 273–283.
Hirakawa T., Tanno S. 2022. In vitro propagation of Humulus lupulus through the induction of axillary bud development. Plants 11(8): 1066. https://doi.org/10.3390/plants11081066
Jenderek M. M., Reed B. M. 2017. Cryopreserved storage of clonal germplasm in the USDA National Plant Germplasm System. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 53(4): 299–308. https://doi.org/10.1007/s11627-017-9828-3
Хлебова Л. П., Бровко Е. С., Мироненко О. Н., Бычкова О. В., Небылица А. В. Распространение вирусных инфекций в сортовых посадках хмеля // Достижения науки и техники АПК, 2024. Т. 38, № 1. С. 35–39. https://doi.org/10.53859/02352451_2024_38_1_0
Хлебова Л. П., Бровко Е. С., Мироненко О. Н., Бычкова О. В., Небылица А. В., Полтарацкая Ю. Р. Оптимизация технологии клонального микроразмножения сортового и дикорастущего хмеля // Достижения науки и техники АПК, 2025. Т. 39, № 2. С. 38–43. https://doi.org/10.53859/02352451_2025_39_2_38
Хлесткина Е. К., Чухина И. Г. Генетические ресурсы растений: стратегия сохранения и использования // Вестник Российской академии наук, 2020. Т. 90, № 6. С. 522–527. https://doi.org/10.31857/S0869587320060043
Khoddamzadeh A. A., Dunn B. L. 2022. Embryo rescue via artificial seed technique and long-term preservation of Zephyranthes. Am. J. Plant Sci. 13: 1347–1359. https://doi.org/10.4236/ajps.2022.1311091
Kikowska M., Sliwinska E., Thiem B. 2020. Micropropagation and production of somatic seeds for short-term storage of the endangered species Eryngium alpinum L. Plants 9: 498. https://doi.org/10.3390/plants9040498
Liberatore C. M., Rodolfi M., Beghè D., Fabbri A., Ganino T., Chiancone B. 2020. Adventitious shoot organogenesis and encapsulation technology in hop (Humulus lupulus L.). Sci. Hort. 270(1): 109416. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2020.109416
Mafakheri M., Hamidoghli Y. 2019. Micropropagation of hop (Humulus lupulus L.) via shoot tip and node culture. Acta Hortic. 1236: 31–36. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2019.1236.5
Magray M. M., Wani K. P., Chatto M. A., Ummyiah H. M. 2017. Synthetic seed technology. Int. J. Curr. Microbio. Appl. Sc. 6, 11: 662–674. https://doi.org/10.20546/ijcmas.2017.611.079
Malhotra E. V., Mali S. C., Sharma S., Bansal S. 2024. A droplet vitrification cryopreservation protocol for conservation of hops (Humulus lupulus) genetic resources. Cryobiology 115: 104887. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2024.10488
Manokari M., Latha R., Privadharshini S., Jogam P., Shekhawat M. S. 2021. Short-term cold storage of encapsulated somatic embryos and retrieval of plantlets in grey orchid (Vanda tessellata (Roxb.) Hook. ex G. Don). Plant Cell Tiss. Organ Cult. 144: 171–183. https://doi.org/10.1007/s11240-020-01899-y
Micheli M., Standardi A., Fernandes da Silva D. 2019. Encapsulation and synthetic seeds of olive (Olea europaea L.): Experiences and overview. In: M. Faisal, A. Alatar (eds.). Synthetic seeds: germplasm regeneration, preservation and prospects. Berlin-Heidelberg, Germany: Springer. Pp. 347–361. https://doi.org/10.1007/978-3-030-24631-0_16
Mironenko O. N., Bychkova O. V., Myakisheva E. P., Khlebova L. P., Nebylitsa A. V., Brovko E. S., Poltaratskaya Yu. R. 2024. Protocol of clonal micropropagation of Humulus lupulus (Cannabaceae). Turczaninowia 27, 4: 130–140. https://doi.org/10.14258/turczaninowia.27.4.15
Митрофанова И. В., Иванова Н. Н., Жданова И. В. Депонирование in vitro декоративных, ароматических и плодовых растений // Основы создания генобанка in vitro видов, сортов и форм декоративных, ароматических и плодовых культур. Под ред. И. В. Митрофановой. Симферополь: Изд-во Типография «Ариал», 2018. С. 171–256.
Nesvadba V., Charvátová J., Vostřel J., Werschallová M. 2020. Evaluation of Czech hop cultivars since 2010 till 2019. Plant, Soil and Environment. 66, 12: 658–663. https://doi.org/10.17221/430/2020-PSE
Osipova Yu. S., Leontieva V. V., Dementiev D. A. 2022. Evaluation of varieties of common hop (Humulus lupulus L.) collection according to agronomic traits. Agricultural Science Euro-North-East 23(2): 194–202. [In Russian] (Осипова Ю. С., Леонтьева В. В., Дементьев Д. А. Оценка сортов коллекции хмеля обыкновенного (Humulus lupulus L.) по хозяйственно важным признакам // Аграрная наука Евро-Северо-Востока, 2022. Т. 23, № 2. С. 194–202). https://doi.org/10.30766/2072-9081.2022.23.2.194-202
Овэс Е. В., Гаитова Н. А., Шишкина О. А. Сохранение сортовых ресурсов картофеля в полевой и in vitro коллекциях Федерального исследовательского центра картофеля имени А. Г. Лорха // Биотехнология и селекция растений, 2022. Т. 5, № 1. С. 28–41. https://doi.org/10.30901/2658-6266-2022-1-o5
Panis B., Nagel M., Van den Houwe I. 2020. Challenges and prospects for the conservation of crop genetic resources in field genebanks, in in vitro collections and/or in liquid nitrogen. Plants 9(120): 1634. https://doi.org/10.3390/plants9121634
Pethybridge S. J., Fletcher J. D., Hay F. S., Beatson R. A. 2009. Prevalence and incidence of viruses in New Zealand hop (Humulus lupulus) gardens. N.Z. J. Crop Hortic. Sci. 37(3): 235–241. https://doi.org/10.1080/01140670909510269
Pethybridge S. J., Hay F. S., Barbara D. J., Eastwell K. C., Wilson C. R. 2008. Viruses and viroids infecting hop: significance, epidemiology, and management. Plant Dis. 92(3): 324–338. https://doi.org/10.1094/PDIS-92-3-0324
Postman J. D., DeNoma J. S., Reed B. M. 2005. Detection and elimination of viruses in USDA hop (Humulus lupulus) germplasm collection. Acta Hortic. 668: 143–147. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2005.668.18
Reed B. M. 2005. In-vitro storage and cryopreservation of hops (Humulus L.) germplasm. Acta Hortic. 668: 249–256. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2005.668.32
Reed B. M., Okut N., D`Achino J., Narver L., DeNoma J. 2003. Cold storage and cryopreservation of hops (Humulus L.) shoot cultures through application of standard protocols. CryoLetters 24, 6: 389–396.
Rihan H., Kareem F., El-Mahrouk M., Fuller M. 2017. Artificial seeds (principle, aspects and applications). Agronomy 7(4): 71. https://doi.org/10.3390/agronomy7040071
Sario L. D., Zubillaga M. F., Moreno C. F. Z., Pizzio G. A.,·Boeri P. A. 2025. Micropropagation of Mapuche hop and evaluation of synthetic seed storage conditions Plant Cell Tiss. Organ Cult. 160, 39. https://doi.org/10.1007/s11240-025-02979-72
Sastry K. S., Mandal B., Hammond J., Scott S. W., Briddon R. W. 2019. Encyclopedia of plant viruses and viroids. New Delhi, India: Springer Nature India Private Limited. 2946 pp. https://doi.org/10.1007/978-81-322-3912-3
Shilpha J., Pandian S., Largia M. J. V., Sohn S. I., Ramesh M. 2021. Short-term storage of Solanum trilobatum L. synthetic seeds and evaluation of genetic homogeneity using SCoT markers. Plant Biotechnol. Rep. 15: 651–661. https://doi.org/10.1007/s11816-021-00709-x
Опубликован
2026-04-16
Как цитировать
Хлебова Л. П., Бровко Е. С., Бычкова О. В., Мироненко О. Н. Протокол среднесрочного сохранения in vitro Humulus lupulus с использованием технологии инкапсуляции // Turczaninowia, 2026. Т. 29, № 1. С. 193–204 DOI: 10.14258/turczaninowia.29.1.23. URL: https://turczaninowia.asu.ru/article/view/19257.
Раздел
Научные статьи

Наиболее читаемые статьи этого автора (авторов)